ELABORACIÓN DE JABÓN CASERO

Materiales necesarios para hacer jabón casero

• Un cubo o palangana de plástico
• Un palo para remover la mezcla
• Moldes de plástico

Ingredientes para un jabón básico

• 1kg de aceite 
• 50gr. de cera virgen
• 135gr. de sosa cáustica (hidróxido sódico)
• 338gr. de agua destilada
• Aceites esenciales

Proceso para elaborar jabón casero

En una cazuela al baño maría tenemos que deshacer la cera en el aceite. Y en otra cazuela mezclamos la sosa cáustica con el agua destilada. Este paso es importante que lo realicemos en un ambiente muy ventilado. En el agua diluimos la sosa cáustica. Esta mezcla hará reacción y producirá calor por lo que tenemos que ser muy cuidadosos y esperar unas horas hasta que se enfríe. La sosa puede dañar la piel si entra en contacto con ella por ello tendremos que utilizar guantes y gafas protectoras.
Cuando tengamos esta mezcla, la echaremos en el aceite y moveremos con un palito. Nuestro movimiento tendrá que ser regular y siempre hacia el mismo lado porque de lo contrario podría cortarse el jabón. El proceso de remover durará unas dos horas,  hasta que adquiera una consistencia cremosa. Si queremos que el jabón sea perfumado podemos emplear hierbas naturales o aromas y los añadiremos cuando tenga esta consistencia.

Separación de pigmentos vegetales por cromatografía

Fundamento teórico:


Los cloroplastos deben su color verde a un pigmento denominado clorofila. Todas estas sustancias presentan un grado diferente de solubilidad, lo que permite su separación cuando una solución de la misma asciende por capilaridad por una tira de papel poroso (papel de filtro), ya que las más solubles se desplazarán a mayor velocidad, pues acompañarán fácilmente al disolvente a medida que este vaya ascendiendo. De esta forma, al largo de cierto tiempo, a lo largo del papel de filtro se irán situando los distintos pigmentos en forma de bandas coloreadas, tanto más desplazadas cuanto más solubles sean los pigmentos a que pertenecen y tanto más anchas cuanto mayor sea la abundancia de estos en la mezcla.

Material:

-Mortero.

-Caja de Petri.
-Papel de filtro.
-Matraz.
-Embudo de vidrio y embudo de papel.
-Alcohol.
-Hojas de espinaca, perejil.

Método:

-Extracción de pigmentos:
Colocar en el mortero trozos de las hojas lavadas (quitando las nervaciones más gruesas) junto con 50 o 60 centímetros cúbicos de alcohol y una cucharadita de arena. Trituramos sin golpear hasta que el líquido adquiera una coloración verde intensa.

 Filtramos, recogiendo el filtrado en un matraz. Obtenemos así una solución en alcohol de pigmentos.

 

Separación de los pigmentos: 

Para que esto sea posible es necesario añadir carbonato cálcico (que evita la degradación de los pigmentos fotosintéticos). La solución antes obtenida se vierte sobre una caja de Petri. Se coloca un papel de filtro doblado en ángulo sobre la solución y se deja en reposo el tiempo necesario.

El resultado final tendrá que ser algo parecido a esto:

El resultado final será más abajo la clorofila B, por encima la clorofila A, por encima de esta la xantofila, con color amarillento, y encima los carotenos de color anaranjado.

EXTRACCIÓN DE ADN DE PULPA DE PLÁTANO.

Objetivo

En esta práctica realizaremos la extracción del ADN de las células de pulpa de plátano poniendo de manifiesto su estructura fibrilar y el extraordinario grado de arrollamiento, que permite el empaquetamiento en el núcleo celular de larguísimas cadenas de esta molécula.

Tras la extracción se realizará una tinción específica del ADN obtenido.

Material necesario

- Un plátano	- Batidora de mano	- Matraz
- Filtro tipo cafetera	- Embudo para filtrar	- Alcohol 96º muy frío
- Pipeta Pasteur	- Tubo de ensayo	- Gradilla
- Vaso para batir	- Agua destilada	- Espátula
- Vaso de precipitados	- Detergente tipo lavavajillas	- Un poco de sal común

Fundamento

El ADN se encuentra en el interior del núcleo de todas las células, disperso y muy replegado, unido a proteínas para formar la cromatina. Por lo tanto, podremos extraerlo a partir de prácticamente cualquier material de origen biológico. Para ello es necesario homogeneizar el tejido disgregándolo y separando sus células y demás componentes, luego romper las células para separar el núcleo y romper éste para liberar el ADN, separarlo de las proteínas y precipitarlo para separarlo de la solución acuosa.

El ADN (y también algo de ARN) aparecerá entonces como un agregado de fibras blanquecinas de aspecto mucoso que se adhieren a una varilla de vidrio o a la pipeta. Podemos añadir unas gotas de azul de metileno o verde de metilo al tubo para teñirlo. Por último, se puede situar sobre un porta, teñirlo de la misma manera y observarlo al microscopio. También se puede conservar dejándolo secar sobre papel de filtro o suspendido en alcohol al 50% o 70%.

Procedimiento

Batir un plátano en 250 ml de agua destilada (o mineral en su defecto, pero no del grifo) durante 15 a 20 segundos hasta obtener una papilla homogénea.
Por otra parte, en un vaso de precitados pequeño se mezcla una cucharada de champú o lavavajillas líquido con dos pizcas de sal de mesa.   Añadir 20 ml de agua destilada a la mezcla de champú y sal.
Añadir ahora tres cucharaditas del puré de plátano a lo anterior y mezclar con la espátula durante 5 ó 10 minutos evitando formar espuma. Durante este tiempo se pueden preparar los tubos de ensayo como se describe en el siguiente punto y discutir la acción que desempeñan el detergente y la sal.
Preparar un tubo de ensayo con alcohol etílico por cada grupo y poner a enfriar lo máximo que sea posible, por ejemplo en baño de agua con hielo. Mejor aún si se ha mantenido refrigerado hasta el momento de realizar la práctica.
Con los pasos anteriores hemos conseguido liberar el ADN en la disolución acuosa, la cual contendrá también diversos restos tisulares y celulares. Para eliminar esos restos dejamos filtrar la solución durante varios minutos en papel de filtro, filtro de cafetera o un paño de algodón suave, hasta obtener unos 5 ml de filtrado.
Para precipitar el ADN separándolo de la disolución, se toma una parte del filtrado con una pipeta Pasteur y se añade suavemente al tubo de ensayo que contiene el alcohol muy frío. El filtrado, más denso que el alcohol y algo turbio, se deposita en el fondo del tubo. Dejar reposar durante 2 ó 3 minutos sin moverlo en absoluto.
Veremos precipitar ADN de color blanco en la interfase con el alcohol y ascender lentamente formando un grumo de aspecto algodonoso.
Podemos teñirlo añadiendo unas gotas de azul de metileno o verde de metilo al tubo.
Se puede extraer ADN del tubo recogiéndolo cuidadosamente con una varilla de vidrio o un instrumento similar que se hace girar lentamente.
Ahora se pone un poco de ese ADN sobre un portaobjetos y se tiñe con azul de metileno durante 3 minutos. Se limpia el porta y se lleva al microscopio para su observación.
Otra posibilidad es conservar el ADN obtenido por uno de los siguientes métodos: - en un frasco bien cerrado con alcohol etílico al 50% o 70%. - dejándolo secar al aire extendido sobre papel de filtro.

ELABORACIÓN DE JABÓN CASERO

PARTE TEÓRICA:

Materiales necesarios para hacer jabón casero

• Un cubo o palangana de plástico
• Un palo para remover la mezcla
• Moldes de plástico

Ingredientes para un jabón básico

• 1kg de aceite 
• 50gr. de cera virgen
• 135gr. de sosa cáustica (hidróxido sódico)
• 338gr. de agua destilada
• Aceites esenciales

Proceso para elaborar jabón casero

En una cazuela al baño maría tenemos que deshacer la cera en el aceite. Y en otra cazuela mezclamos la sosa cáustica con el agua destilada. Este paso es importante que lo realicemos en un ambiente muy ventilado. En el agua diluimos la sosa cáustica. Esta mezcla hará reacción y producirá calor por lo que tenemos que ser muy cuidadosos y esperar unas horas hasta que se enfríe. La sosa puede dañar la piel si entra en contacto con ella por ello tendremos que utilizar guantes y gafas protectoras.
Cuando tengamos esta mezcla, la echaremos en el aceite y moveremos con un palito. Nuestro movimiento tendrá que ser regular y siempre hacia el mismo lado porque de lo contrario podría cortarse el jabón. El proceso de remover durará unas dos horas,  hasta que adquiera una consistencia cremosa. Si queremos que el jabón sea perfumado podemos emplear hierbas naturales o aromas y los añadiremos cuando tenga esta consistencia.

DETERMINACIÓN DEL GRUPO SANGUÍNEO Y RH.

PARTE TEÓRICA:

La práctica para determinar el grupo sanguíneo se denomina sistema o tipificación ABO. Su sangre se mezcla con anticuerpos contra sangre tipo A y tipo B, y la muestra se revisa para ver si los glóbulos sanguíneos se pegan o aglutinan. Si dichos glóbulos se aglutinan, eso significa que la sangre reaccionó con uno de los anticuerpos.

El segundo paso se llama tipificación o prueba inversa. La parte líquida de la sangre sin células (suero) se mezcla con sangre que se sabe que pertenece al tipo A o al tipo B. Las personas con sangre tipo A tienen anticuerpos anti-B y las que tienen sangre tipo B tienen anticuerpos anti-A. El tipo de sangre O contiene ambos tipos de anticuerpos. Estos dos pasos pueden determinar con precisión su tipo de sangre.

La determinación del grupo sanguíneo también se hace para decir si usted tiene o no una sustancia llamada factor Rh en la superficie de los glóbulos rojos. Si uno tiene la sustancia se considera Rh+ (positivo) y los que no la tienen Rh- (negativo). La tipificación del Rh utiliza un método similar al sistema ABO.

MATERIAL:

• Solución anti-A
• Solución anti-B
• Solución anti-D(anti Rh)
• Tarjetas de identificación

• Material punzante estéril
• Algodón
• Agua oxigenada
• Una gota de sangre

PARTE PRÁCTICA:

1. Colocar en la tarjeta una gota se suero anti-A, una de anti-B, una mezcla de anti-A y anti-B, y una gota de anti-D, cada una en su casilla correspondiente, como se indica en la FIGURA 1.
   
   FIGURA 1
2. Pinchar la yema del dedo, previa desinfección con alcohol o agua oxigenada. Depositar una gotita de sangre en cada casilla y mezclar con los sueros. FIGURA 2.
   
   FIGURA 2

1. Observar los resultados. El grupo sanguineo del individuo corresponderá con el de la casilla en la que la sangre haya coagulado. Si el individuo es del grupo AB, la sangre coagulará en las tres primeras casillas. Además, si la sangre coagula en la casilla "anti-D", el individuo será Rh positivo, de lo contrario será Rh negativo.
   Personalmente, prefiero hacer la determinación del factor Rh en un porta, en el que puedo observar mejor la coagulación sanguinea.                                                                                                                         FIGURA 3.
2. 
   

FIGURA 3

En las tarjetas de la FIGURA 4, se puede observar el aspecto que presentan dos casos opuestos. En la tarjeta superior se observa que no existe coagulación en ninguna casilla. Las tres primeras corresponden a los sueros del grupo sanguineo, por lo que interpretamos que esta persona pertenece al grupo O, la cuarta es la del factor Rh, y al no existir coagulación interpretamos que es Rh negativo. En la tarjeta inferior, vemos coagulacion en todas las casillas, por lo que de una forma similar interpretamos que el alumno es del grupo sanguineo AB y Rh positivo. (Nota: El grupo sanguineo AB es poco frecuente, y en el análisis a 45 alumnos y alumnas, solamente salió en una alumna.)

FIGURA 4

INFORMACIÓN ADICIONAL:

De la misma manera, el factor Rh es otra proteína que existe en los glóbulos rojos de algunas personas. Su nombre viene del mono en el que fue descubierta, el macacco rhesus. El factor Rh positivo es un factor hereditario dominante. Este asunto tiene especial importancia en donaciones de sangre. Como hemos visto, un individuo A tiene en su plasma anticuerpos anti-B, así que no podrá recibir sangre de un individuo B, pues estos anticuerpos provocarían la coagulación de la sangre del donante en los vasos sanguineos de la persona receptora.
En la siguiente tabla vemos las compatibilidades a la hora de donar y recibir sangre.
Como vemos, el grupo AB puede recibir de cualquier otro grupo y de sí mismo, así que se llama "receptor universal". El grupo O ,sin embargo, puede donar a cualquier grupo, así que se conoce como "donante universal"

OBSERVACIÓN DE MITOSIS EN MERISTEMOS DE RAIZ DE AJO

PARTE TEÓRICA:

MITOSIS: Proceso de reproducción de una célula que consiste, fundamentalmente, en la división longitudinal de los cromosomas y en la división del núcleo y del citoplasma. Como resultado la célula hija tiene igual dotación cromosómica que la célula madre.

 - FASES DE LA MITOSIS:

1.- Profase, en esta primera etapa, el material cromosómico llamado cromatina se condensa y aparece gradualmente como barras cortas y los cromosomas pueden comenzar a observarse con el microscopio. La membrana del núcleo se desintegra y aparece el huso acromático.

2.- Metafase, es la segunda etapa de la mitosis durante la cual los pares de cromátidas se mueven hacia el centro de la célula. Las cromátidas se disponen en una fila formando ángulos rectos con las fibras del huso mitótico.

El centrómero de cada par de cromátidas se pega a una fibra del huso acromático.

3.- Anafase, es la tercera etapa de la mitosis; al comienzo, el centrómero de cada par se divide y los cromosomas separados son llevados hacia los polos del huso acromático por las fibras del huso.

4.- Telofase es la última etapa de la mitosis, los cromosomas toman la forma de hilos, se alargan y quedan como estaban al comienzo de la profase.
El huso acromático se rompe, reaparece el nucleolo y se forma una membrana nuclear alrededor de los cromosomas, los cuales pasan a un estado no condensado o cromatina.

MERISTEMO APICAL DE LA RAÍZ:  el meristemo o meristema apical de la raíz es el tejido meristemático cuyas divisiones originan las células que, tras diferenciarse, forman los tejidos adultos de la raíz.

 

PROCEDIMIENTO:

1. Se corta con un bisturí la punta de las raíces del ajo.
2. Se le echa una gotita de Orceina A y se flama con ayuda de un mechero de alcohol.
3. Se coje la preparación en la placa de petri y el portaobjetos.
4. Se lava con un poco de agua.
5. Se le echa una gotita esta vez de Orceina B y se vuelve a flamar.
6. Se le pone el cubreobjetos.
7. Con un lápiz se expande para que no quede aire entre el cubreobjetos y la preparación.
8. Ya se mira al microscopio.

OBSERVACIÓN AL MICROSCOPIO DE AGUA ESTANCADA

PARTE TEÓRICA

Esta práctica nos da a conocer una breve introducción, sobre los microorganismos que existen en el planeta Tierra.

Así tener conocimiento en donde se encuentra cada uno de los  microorganismos, como en este caso fue; El agua estancada que cuenta con distintos microorganismos y estos a su vez tiene distintas características y funciones.

Para así comprenderlas y entenderlas,  posteriormente en las prácticas ya tener conocimientos y manipular el microscopio y sus demás materiales como lo son los porta objetos, cubre objetos etc., sin ninguna dificultad.

PASOS A SEGUIR:

Antes de hacer nada, tuvimos que recoger muestras de agua estancada, cuanto más "sucia" esté es mejor, yaque, hay probabilidades de que haya más microorganismos, gracias a nuestra muestra pudimos observar varios microorganismos, he incluso  pudimos perseguirlos por la muestra, con el microscopio

 Preparación:

Una vez seleccionada la muestra se procede a coger una gotas, con el cuentagotas. Se echa una gota en el cristal que se coloca en el microscopio, y encima se coloca el cubre para poder expander la gota y poder ver mejor los microorganismos.

Observación por el microscopio:

Ya que tenemos la muestra preparada, solo falta mirar por el objetivo para ver si hay algún microorganismo 

Los distintos microorganismos que podemos observar:

Los paramecios son protozoos ciliados con forma de suela de zapatilla (ovalada), habituales en aguas dulces estancadas con abundante materia orgánica, como charcos y estanques.

PARAMECIUM

Euglena es un género de protistas unicelulares perteneciente al grupo de los Euglénidos, con numerosos cloroplastos en forma de lente o aplanados.

EUGLENA

volvox género de algas clorofíceas microscópicas que suele formar colonias o cenobios de forma esférica y hueca

VOLVOX

Chlorella es un género de algas verdes de unicelulares, del Filo Chlorophyta. De forma esférica

CHLORELLA